Сравнительный химический анализ внутриглазной жидкости и тканей дренажной зоны глаза при первичной открытоугольной глаукоме

ЦЕЛЬ. Провести сравнительный химический анализ внутриглазной жидкости (ВГЖ), склеры и трабекулы при первичной открытоугольной глаукоме (ПОУГ). Оценить химический состав тканей при различных стадиях ПОУГ, а также при псевдоэксфолиативной глаукоме (ПЭГ).

МЕТОДЫ. Определено содержание ряда химических элементов: углерода (С), азота (N), кислорода (O), алюминия (Al), кальция (Са), хлора (Cl), калия (К), магния (Mg), натрия (Na), фосфора (P), кремния (Si), серы (S) в сухом веществе ВГЖ, биоптатах трабекулярной ткани и склеры у пациентов со II и III стадиями ПОУГ, а также у пациентов с ПЭГ и ПОУГ без псевдоэксфолиативного материала. Визуализация проводилась с помощью сканирующего электронного микроскопа (СЭМ) ЕVO LS 10 («Zeiss», Германия), исследование химического состава осуществлялось на энергодисперсионном спектрометре (ЭДС) Oxford-X-MAX-50 («Oxford», Великобритания) в режиме низкого вакуума (70 Па) при ускоряющем напряжении 21,5 кВ.

РЕЗУЛЬТАТЫ. Выявлены различия в распределении Сl в сухом веществе ВГЖ и Si в трабекуле у пациентов со II и III стадиями ПОУГ. При сравнительном анализе тканей пациентов с ПЭГ и ПОУГ без псевдоэксфолиативного материала (ПЭМ) показано различие в распределении N сухого вещества ВГЖ, а также Ca, Cl, Na трабекулы. При сравнительном анализе элементного состава склеры между указанными группами статистически значимых различий в распределении исследуемых элементов выявлено не было.

ЗАКЛЮЧЕНИЕ. Изменения, выявленные при сравнении II и III стадий ПОУГ, могут свидетельствовать о нарастании электролитного и кислотно-основного дисбаланса при прогрессировании заболевания. Отличия в распределении элементов между группами ПОУГ без ПЭМ и ПЭГ обусловлены молекулярным строением ПЭМ. Различия в водно-солевом и молекулярно-химическом составе тканей следует учитывать в дальнейших исследованиях, направленных на поиск оптимального медикаментозного метода лечения пациентов с разными стадиями и формами глаукомы.

1. Tauber F.W., Krause A.C. The role of iron, copper, zinc, and manganese in the metabolism of the ocular tissues, with special reference to the lens. Am J Ophthalmol. 1943; 26:260-266. doi:10.1016/s0002-9394(43)92830-2

2. De Azevedo M., De Jorge F. Some mineral constituents of normal human eye tissues (Na-K-Mg-Ca-P-Cu). Ophthalmologica. 1965;149(1):43-52. doi:10.1159/000304729

3. Marshall A.T., Goodyear M.J., Crewther S.G. Sequential quantitative X-ray elemental imaging of frozen-hydrated and freeze-dried biological bulk samples in the SEM. J Microscopy. 2012; 245(1):17-25. doi:10.1111/j.1365-2818.2011.03539.x

4. McLaughlin C.W., Karl M.O., Zellhuber-McMillan S., Wang Z. et al.Electron probe X-ray microanalysis of intact pathway for human queous humor outf low. Am J Physiology-Cell Physiology. 2008; 295(5):1083-1091. doi:10.1152/ajpcell.340.2008

5. Lucia U., Grisolia G., Astori M.R. Constructal law analysis of Cl– transport in eyes aqueous humor. Scientific reports. 2017; 7(1):1-4. doi:10.1038/s41598-017-07357-8

6. Chi-ho To, Chi-wing Kong, Chu-yan Chan, Mohammad Shahidullah, Chi-wai Do. The mechanism of aqueous humour formation. Clin Exper Optom. 2002; 85(6):335-349. doi:10.1111/j.1444-0938.2002.tb02384.x

7. Becker B. Carbonic anhydrase and the formation of aqueous humor: The Friedenwald Memorial Lecture. Am J Ophthalmol. 1959; 47(1):342-361. doi:10.1016/s0002-9394(14)78041-9

8. Ritch R., Schlötzer-Schrehardt U. Exfoliation syndrome. Surv Ophthalmol. 2001; 45(4):265-315. doi:10.1016/s0039-6257(00)00196-x

9. Ермолаев А.П., Новиков И.А., Мельникова Л.И., Грибоедова И.Г., Аветисов К.C. Элементный состав влаги передней камеры и сыворотки крови при различном уровне внутриглазного давления. Вестник офтальмологии. 2016; 132(6):43-48. doi:10.17116/oftalma2016132643-48

10. Evenas J., Malmendal A., Forsen S. Calcium. Curr Opin Chem Biol. 1998; 2(2):293-302. doi:10.1016/s1367-5931(98)80072-0

11. Kielty C.M., Shuttleworth C.A. The role of calcium in the organization of fibrillin microfibrils. FEBS letters. 1993; 336(2):323-326. doi:10.1016/0014-5793(93)80829-j

12. Gipson I., Anderson R. Actin filaments in cells of human trabecular meshwork and Schlemm's canal. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1979; 18(6):547-561.

13. de Kater A.W., Shahsafaei A., Epstein D.L. Localization of smooth muscle and non muscle actin isoforms in the human aqueous outflow pathway. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1992; 33(2):424-429.

14. De Kater A., Spurr-Michaud S., Gipson I. Localization of smooth muscle myosin-containing cells in the aqueous outf low pathway. Invest Ophthalmol Vis Sci. 1990; 31(2):347-353.

15. Stumpff F., Wiederholt M. Regulation of trabecular meshwork contractility. Ophthalmologica. 2000; 214(1):33-53. doi:10.1159/000027471

16. Kopp C., Linz P., Dahlmann A., Hammon M. et al. 23Na magnetic resonance imaging-determined tissue sodium in healthy subjects and hypertensive patients. Hypertension. 2013; 61(3):635-640. doi:10.1161/hypertensionaha.111.00566

17. Titze J. Sodium balance is not just a renal affair. Curr Opin Nephrology And Hypertension. 2014; 23(2):101. doi:10.1097/01.mnh.0000441151.55320.c3

18. Challa P., Johnson W.M. Composition of exfoliation material. J Glaucoma. 2018; 27 Suppl 1:29-31. doi:10.1097/IJG.0000000000000917

19. Schlötzer-Schrehardt U., Körtje K.-H., Erb C. Energy-filtering transmission electron microscopy (EFTEM) in the elemental analysis of pseudoexfoliative material. Curr Eye Res. 2001; 22(2):154-162. doi:10.1076/ceyr.22.2.154.5522

20. Schlötzer-Schrehardt U., Dorfler S., Naumann G.O. Immunohistochemical localization of basement membrane components in pseudoexfoliation material of the lens capsule. Curr Eye Res. 1992; 11(4):343-355. doi:10.3109/02713689209001788

21. Tawara A., Fujisawa K., Kiyosawa R., Inomata H. Distribution and characterization of proteoglycans associated with exfoliation material. Curr Eye Res. 1996; 15(11):1101-1111. doi:10.3109/02713689608995141

22. Arutyunov G., Dragunov D., Sokolova A., Papyshev I. et al. The effect of the level of total sodium deposited in the myocardium on its stiffness. Ther Arch. 2017; 89(1):32-37. doi:10.17116/terarkh201789132-37

23. Volpi N. Disaccharide analysis and molecular mass determination to microgram level of single sulfated glycosaminoglycan species in mixtures following agarose-gel electrophoresis. Anall Biochem. 1999; 273(2):229-239. doi:10.1006/abio.1999.4218

24. Titze J., Shakibaei M., Schafflhuber M., Schulze-Tanzil G. et al. Glycosaminoglycan polymerization may enable osmotically inactive Na+ storage in the skin. Am J Physiology-Heart and Circulatory Physiology. 2004; 287(1):203-208. doi:10.1152/ajpheart.01237.2003